2018前列腺癌种植性动物模型概述

257052

　　【摘要】 前列腺癌动物模型是研究前列腺癌发病机制、肿瘤与宿主关系、肿瘤侵袭及转移机制及评价治疗效果的重要工具。目前前列腺癌动物模型制作方法较多，应用最广泛的是种植性动物模型。本文就前列腺癌种植性动物模型的相关研究做一概述。
http://
　　【关键词】 前列腺癌； 种植性动物模型； 骨髓间充质干细胞； 骨转移
　　doi：10.14033/j.cnki.cfmr.2018.1.093 文献标识码 A 文章编号 1674-6805（2018）01-0184-03
　　The Summary of Transplanted Animal Model of Prostate Cancer/QIU Yue，WANG Dong，ZHU Shaolong，et al.//Chinese and Foreign Medical Research，2018，16（1）：184-186
　　【Abstract】 The animal model of prostate cancer is an important tool to study the pathogenesis of prostate cancer，the relationship between tumor and host，the mechanism of tumor invasion and metastasis，and evaluate the therapeutic effect.At present，there are many making methods of prostate cancer animal model，the most widely used is transplanted animal model.In this paper，the content of transplanted animal model of prostate cancer are discussed.
　　【Key words】 Prostate cancer； Transplanted animal model； Mesenchymal stem cells； Bone metastasis
　　First-author’s address：Qilu Hospital of Shan Don7g University（Qingdao），Qingdao 266035，China
　　前列腺癌种植性动物模型是研究前列腺癌的发病机制、肿瘤与宿主关系、肿瘤侵袭及转移机制的重要工具。因种植性动物模型具有操作简单、实验时间短、有较强的可控性及重复性等优势，是前列腺癌动物实验研究的首选。
　　1 不同种源的前列腺癌细胞株
　　1.1 犬源型前列腺癌细胞株
　　由于犬自发前列腺癌发病率低、潜伏期长，现主要通过同种移植前列腺癌细胞来建立动物模型。主要的细胞株有DPC-1、
　　Ace-1、Leo和 Probasco细胞等。Keller等[1]在抑制犬免疫功能后，将Ace-1细胞原位移植到犬前列腺被膜下或前列腺实质，结果50%的犬发生了局部淋巴结和肺转移，80%发生前列腺实质肿瘤，20%发生前列腺被膜下肿瘤。
　　1.2 鼠源型前列腺癌细胞株
　　鼠源型细胞株包括PAP、AT-1、Mat-LyLu、PA-Ⅲ、RM-1等，主要应用在某些药物初步的药效考察上。因鼠源型细胞株不是来源于人类，在种属的同源性和疾病的发展与人类明显不同。因此，它的应用远不如人源型细胞株广泛。
　　1.3 人源型前列腺癌细胞株
　　目前，人源型前列腺癌细胞株包括激素不敏感型DU145、PC3、PC-3M细胞和激素敏感型LNCaP、CWR22细胞等，对研究肿瘤的发生发展起到了重要的作用。罗勇等[2]通过原位注射人前列腺癌细胞Du145成功建立BALB/c裸鼠的前列腺癌原位种植瘤模型。邵晨等[3]也通过运用氟他胺耐受前列腺癌细胞LNCaP，结合应用Matrigel胶接种到SCID雄鼠皮下，成功建立出氟他胺耐受动物模型。
　　2 不同种植部位及途径
　　2.1 皮下接种模型
　　在早期建立前列腺癌动物模型时多选择皮下作为荷瘤部位，因其有接种方便、易于观察、成瘤率高的优点。在皮下移植模型中，多数的模型均可获得较高的成瘤率，却无法或者仅有少量的模型中可以产生淋巴结或者远处转移。Rembrink等[4]将LNCaP细胞和PC-3细胞分别通过原位移植和皮下注射对肿瘤转移情况进行比较，发现原位移植组肿瘤发生率和淋巴结转移率均明显增加，提示肿瘤生长和转移需要合适的微环境，原位移植能够增强肿瘤的发生和转移。因此，皮下种植瘤模型并不能很好地模拟前列腺癌在人体内的自然生长过程以及许多生物学行为，目前该模型主要用于评价抗肿瘤生长药物的药效，而很少用于建立转移模型。
　　2.2 原位接种模型
　　原位接?N模型包括原位细胞接种和原位组织块接种模型两种。原位细胞接种模型是将前列腺癌细胞注射至实验动物前列腺的包膜下，直至包膜向上鼓起，脱离腺体表面。Rembrink等[4]用不同的前列腺癌细胞分别作裸鼠的原位种植模型，得出致瘤率高，淋巴结、肺部转移率极高的结果。原位组织块接种模型即将前列腺癌细胞接种至裸鼠皮下形成瘤体，再将瘤体取出，种植于前列腺背侧叶。王元天等[5]通过原位种植法将PC-3细胞组织块接种到裸鼠前列腺，结果提示高成瘤率并伴有多处组织及淋巴结转移。原位组织块接种相较于原位细胞接种具有较高的转移率和成瘤率，且较好地保留了肿瘤细胞的生物学特性，具有生长快速、局部侵犯广和转移率高等特点。
　　2.3 血管内接种模型
　　血管内接种的方法和部位较多，注射部位包括尾静脉、下腔静脉、髂外动脉、股动脉和左心室内注射等。Shevrin等[6]将PC-3细胞注射至裸鼠尾静脉，发现肿瘤细胞主要集中在肺部，而将下腔静脉夹闭后，肺转移率降低并出现了椎骨转移。崔明星等[7]用GFP-PC3细胞注射到裸鼠的下腔静脉内，1周后发现肿瘤骨转移率为19%。最近有研究称将人的前列腺癌细胞注入裸鼠股动脉内，骨转移发生率较高，这可能是因为经动脉注射可以使肿瘤细胞特异性地转移到股骨，并且容易成瘤。心内注射通常是将肿瘤细胞注入小鼠左心室，随着体循环扩散到骨骼，是目前应用最多的骨转移动物模型接种方法。Angelucci等[8]将PC-3细胞通过左心室注射到裸鼠体内，64%裸鼠发生癌转移且出现溶骨性病变，提示心内注射对研究骨转移模型成功率较高。血管内接种模型适用于研究肿瘤的侵袭和转移。   　　2.4 肾包膜下接种模型
　　孙宏斌[9]通过将小鼠精囊间质与人类前列腺癌组织重组后，将重组体与癌组织一起种植于裸鼠双侧肾脏包膜下，发现此方法可高效率建立人异种前列腺癌种植模型，并能为研究前列腺发病和病程演变中间质-上皮相互作用提供线索。
　　2.5 骨内接种模型
　　骨内注射法常用来制作前列腺癌成骨性或成骨/溶骨混合性骨转移模型。常用的方法是将前列腺癌细胞直接注入胫骨和股骨骨髓腔内。优点是致瘤率高、制作方法简单、不受脏器转移影响，且从制作模型的影像学和组织病理结果来看，与临床上所见的骨转移状况相类似。缺点是造成了骨皮质和骨髓腔的损伤，且主要为骨干转移，与临床上常见的骨骺端转移不同。为解决这一问题，研究者将人骨组织植入SCID小鼠体内，然后将人前列腺癌细胞接种到小鼠体内，用于观察人骨组织肿瘤转移的情况，这种模型叫做SCID鼠-人骨转移模型。其中移植的骨组织为研究人前列腺癌细胞的转移提供了适当的靶器官环境，癌细胞可通过尾静脉注射或通过直接注射进入移植的骨内。但是，SCID鼠-人骨模型的一个缺陷是移植入鼠体内的人体组织并不能完全保持原来的人体环境特征，单纯地将人前列腺癌细胞接种到小鼠体内，发生骨转移较少。目前多数研究将患者的前列腺癌细胞接种到SCID小鼠体内，用于研究肿瘤细胞与骨微环境间的相互作用机制及前列腺癌药物的临床前试验[10]。
　　3 不同的监测方法
　　前列腺癌种植性模型的监测方法较多，除了超声、X线、CT、核素骨扫描等提供活体观测及检查前列腺瘤体的手段外，还有lacZ基因转导技术、荧光成像技术及生物发光成像技术等，均可以在肿瘤发生早期快速探测到各组织器官内的微小转移病灶，并能实时监测动物体内肿瘤生长及转移灶产生情况。
　　3.1 超声检查
　　超声成像可检测到直径为2.4～14 mm的肿瘤和转移，超声诊断的敏感性和特异性均>90%。何保华等[11]将DU145细胞注射到裸鼠前列腺包膜下，于第2～5周使用高频彩色多普勒超声测量肿瘤的横径与纵径，并与游标卡尺测量肿瘤的数值进行比较，结果发现高频彩色多普勒超声可精确地监测裸鼠前列腺原位种植肿瘤的生长。
　　3.2 X线及CT检查
　　X线是最常规的骨骼检查方法，操作简单便捷，但X线检查敏感度较低，在骨转移早期没有明显骨破坏时，易导致漏诊。Fradet等[12]将PC-3细胞注射至小鼠胫骨内，应用CT扫描并通过3D重构，发现相较于X线，CT具有更好的诊断特异性和灵敏度，可见胫骨表面及骨髓腔内的骨质破损，但显像结果为肿瘤骨转移晚期的病理性溶骨，而非早中期。
　　3.3 核素骨扫描
　　核素骨扫描是临床上普遍采用的可早发现骨肿瘤的辅助检查手段。Winkelmann等[13]通过左心室注射PC-3细胞，29 d时采用micro-SPECT核素显像仪检测出骨转移破坏。核素骨扫描可因骨质的炎症与外伤等因素而造成骨转移的假阳性结果，且价格偏高。
　　3.4 lacZ基因转导技术
　　lacZ基因转导技术是近几年来新兴的技术手段，即通过lacZ基因转染肿瘤细胞后，通过发现转染组织或细胞的特异性染色，可在早期发现转移灶。Holleran等[14]将转染lacZ基因的前列腺癌细胞经尾静脉注射到裸鼠体内，1 h后就能检测到转染细胞；皮下种植两周后可以检测到肺、骨、肾、脑和肝内的微转移灶。此法具有操作简单、灵敏度高、且能较早检测出转移灶。
　　3.5 荧光成像法
　　荧光成像法与lacZ基因转导技术类似，是将肿瘤细胞转染上荧光蛋白基因，即可在荧光显微镜下观测到散发荧光的肿瘤细胞。常见的包括红色荧光蛋白基因（RFP）、绿色荧光蛋白基因（GFP）。Yang等[15]通过原位接种RFP-PC-3细胞至裸鼠后，不仅可在组织切片中观察到肺和膀胱内的肿瘤细胞；还能够活体监测荧光细胞成像，实时观察小鼠体内的肿瘤生长和转移情况。
　　3.6 生物发光成像法
　　生物发光成像法是可以无创实时跟踪荷瘤动物体内肿瘤生长、进展及转移情况的方法，且具有快速、敏感的优点。Scatena等[16]采用生物发光成像法实时检测皮下接种LNcap-luc-M6细胞的SCID小鼠体内的转移灶，在7周时就能发现肺转移灶。Adams等[17]通过左心室注射制作骨转移模型，20 d后同时用生物发光成像技术和X线检测骨转移灶，结果发现生物发光成像技术比X线检测到长骨和椎骨骨转移灶早2周。
　　3.7 18F-NaF PET-CT检查
　　18F-NaF PET-CT检查是临床常用的监测方法，可行性强且操作简单。尤强等[18]将PC3细胞注射到Balb/c裸鼠胫骨骨髓腔，接种21 d后发现X线无法检测出肿瘤是否发生骨转移；micro-CT可发现接种胫骨发生了部分骨质改变，但无法定量分析。18F-NaF PET-CT则可清楚分辨出荷瘤裸鼠胫骨部位18F信号异常增高，并能勾画胫骨髓腔为感兴趣区域，计算出标准摄取值最大值SUVmax值。
　　4 骨髓间充质干细胞与前列腺癌种植性动物模型
　　骨髓间充质干细胞（mesenchymal stem cells，MSCs）作为一种理想的转基因靶细胞，具有易于获取、培养，扩增、并在转基因后仍能有效地表达外源性基因并保持本身生物学特性不变等优势。以往的研究已经证实MSCs能够向肿瘤组织趋化，并作为基因治疗药物取得了一定疗效。詹以安等[19]应用PC3?胞在SCID鼠制作皮下肿瘤模型，通过尾静脉注射人β干扰素基因转染的人骨髓间充质干细胞（hMSCs）至荷瘤小鼠，2周后发现经β干扰素基因修饰的hMSCs可以向肿瘤微环境趋向转移，并使前列腺癌组织及其转移灶保持IFN-β的有效浓度，进而抑制前列腺癌生长，延长荷瘤鼠的生存期。还有研究表明MSCs在前列腺肿瘤中大量表达MSCs-Sirt1，并通过MSCs-Sirt1募集到更多的NK细胞和巨噬细胞，这些细胞能够显著抑制肿瘤生长[20]。   　　然而，MSCs在恶性肿瘤的发展过程中可能扮演着双刃剑的作用。恶性肿瘤被称为永不愈合的慢性损伤，其局部微环境与损伤的组织环境相类似。目前已有众多研究证明MSCs可在SDF 1α/CXCR 4趋化轴的作用下向肿瘤部位趋化、募集，进而分化为前列腺癌上皮细胞。将用荧光标记的hMSCs输入神经胶质瘤小鼠模型的动脉，发现无论从哪条血管、哪个部位注入MSCs均可聚集到肿瘤部位[21]。在前列腺癌的炎症环境下，MSCs通过TGF-β的过度表达，促进肿瘤细胞的生长，并且在雄激素阻断疗法中，导致雄激素依赖的人前列腺癌细胞向雄激素非依赖性转化。无论在体内或体外实验中，MSCs均已被证明这一特性[22]。近年来，MSCs由于其免疫抑制功能受到了很多的关注，但MSCs免疫抑制机理尚未达成统一的认识。有研究发现野生型小鼠的MSCs并无免疫抑制功能，而在炎症因子诱导下可产生免疫抑制作用。上述结果提示，MSCs若处于炎症微环境中将有可能被诱导产生免疫抑制作用，从而协助肿瘤逃避免疫监视进而促进肿瘤生长[23]。因此，研究者应该重新评价MSCs在癌症疾病中所起到的作用。
　　综上所述，理想的前列腺癌模型应能够模拟前列腺癌发生发展的病理过程，不仅要易于建立与重复，还要能接受精确的检测。MSCs作为近年来研究的热点之一，其在肿瘤发生发展中扮演了非常重要的角色。深入探索其调控的关键点，将有可能为前列腺癌的治疗提供新的思路，发现新的药物治疗靶点。
　　参考文献
　　[1] Keller J M，Schade G R，Ives K，et al.A novel canine model for prostate cancer[J].Prostate，2013，73（9）：952-959.
　　[2]罗勇，张林琳，贺大林，等.裸鼠前列腺原位肿瘤模型的建立[J].第四军医大学学报，2005，26（19）：1797-1799.
　　[3]邵晨，汪涌，师长宏，等.氟他胺耐受前列腺癌动物模型的建立[J].中华实验外科杂志，2005，22（9）：1127-1128.
　　[4] Rembrink K，Romijn J C，Van Der Kwast T H，et al.Orthotopic implantation of human prostate cancer cell lines：a clinically relevant animal model for metastatic prostate cancer[J].Prostate，1997，31（3）：168-174.
　　[5]王元天，孙颖浩，邱镇，等.人类前列腺癌裸鼠原位移植模型的建立[J].中华泌尿外科杂志，2005，26（3）：208-209.
　　[6] Shevrin D H，Kukreja S C，Ghosh L，et al.Development of skeletal metastasis by human prostate cancer in athymic nude mice[J].Clin Exp Metastasis，1988，6（5）：401-409.
　　[7]崔明星，詹新立，刘会江，等.人前列腺癌PC-3细胞的荧光标记及其脊椎转移动物模型的建立[J].南方医科大学学报，2013，33（2）：243-248.
　　[8] Angelucci A，Gravina G L，Rucci N，et al.Evaluation of metastatic potential in prostate carcinoma：an in vivo model[J].Int J Oncol，2004，25（6）：1713-1720.
　　[9]?O宏斌.肾包膜下种植建立人前列腺癌异种移植动物模型[J].中华医学杂志，2010，90（30）：2136-2139.
　　[10] Valta M P，Zhao H，Saar M，et al.Spheroid culture of LuCaP 136 patient-derived xenograft enables versatile preclinical models of prostate cancer[J].Clin Exp Metastasis，2016，33（4）：325-337.
　　[11]何保华，徐涛，张万蕾，等.高频彩色多普勒超声在裸鼠前列腺种植肿瘤中的应用[J]，新乡医学院学报，2008，25（1）：27-30.
　　[12] Fradet A，Sorel H，Depalle B，et al.A New Murine Model of Osteoblastic/Osteolytic Lesions from Human Androgen-Resistant Prostate Cancer[J].PloS One，2013，8（9）：e75092.
　　[13] Winkelmann C T，Figueroa S D，Sieckman G L，et al.Non-invasive MicroCT imaging characterization and in vivo targeting of BB2 receptor expression of a PC-3 bone metastasis model[J].Mol Imaging Biol，2012，14（6）：667-675.
　　[14] Holleran J L，Miller C J，Edgehouse N L，et al.Differential experi-mental micrometastasis to lung， liver， and bone with lacZ-tagged CWR22R prostate carcinoma cells[J].Clin Exp Metastasis，2002，19（1）：17-24.   　　[15] Yang M，Jiang P，Yamamoto N，et al.Real-time whole-body imaging of an orthotopic metastatic prostate cancer model expressing red fluorescent protein[J].Prostate，2005，62（4）：374-379.
　　[16] Scatena C D，Hepner M A，Oei Y A，et al.Imaging of bioluminescent LNCaP-luc-M6 tumors：a new animal model for the study of metastatic human prostate cancer[J].Prostate，2004，59（3）：292-303.
　　[17] Adams J Y，Johnson M，Sato M，et al.Visualization of advanced human prostate cancer lesions in living mice by a targeted gene transfer vector and potical imaging[J].Nat Med，2002，8（8）：891-897.
　　[18]尤??，蔡华伟，庞富文，等.18F-NaF PET-CT显像技术辅助下的前列腺癌骨转移动物模型建立[J]，四川大学学报：医学版，2017，48（2）：276-281.
　　[19]詹以安，王共先，胡红林，等.β干扰素基因修饰的人骨髓间充质干细胞治疗前列腺癌小鼠移植瘤的实验研究[J].中华泌尿外科杂志，2012，33（6）：459-463.
　　[20] Yu Y，Zhang Q，Meng Q，et al.Mesenchymal stem cells overexpressing Sirt1 inhibit prostate cancer growth by recruiting natural killer cells and macrophages[J].Oncotarget，2016，7（44）：71112-71122.
　　[21] Nakamizo A，Marini F，Amano T，et al.Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in the treatment of gliomas[J].Cancer Res，2005，65（8）：3307-33l8.
　　[22] Jiwen Cheng，Keqin Yang，Qingyun Zhang，et al.The role of mesenchymal stem cells in promoting the transformation of androgen-dependent human prostate cancer cells into androgen-independent manner[J].Sci Rep，2016，6：16993.
　　[23] Cheng J，Ye H，Liu Z，Xu C，et al.Platelet-derived growth factor-BB accelerates prostate cancer growth by promoting the proliferation of mesenchymal stem cells[J].J Cell Biochem，2013，114（7）：1510-1518.
　　（收稿日期：2017-10-24）